細胞轉染方法

物理方法
電穿孔(electroporition)
顯微注射(microinjection)
化學方法
磷酸鈣轉染(calcium phosphate transfection)
脂質體轉染(lipofectin transfection)
DEAE葡聚糖介導轉染(DEAE dextran-mediated transfection)

目前比較常用的方法是脂質體轉染，以下我簡單介紹一下：
轉染試劑：LipofectamineTM 2000
質粒DNA：含有目的基因pEGFP-C1質粒DNA
真核細胞：腫瘤細胞等
轉染目的：蛋白定位和轉染效率
（以轉染24孔板為例）
在轉染實驗前天接種細胞，各種細胞的平板密度依據各種細胞的生長率和細胞形狀而定。進行轉染當天細胞應達到80%-90%覆蓋。一般要求，24孔培養皿,每孔500ul培養基0.5-2×105細胞。依據不同大小培養板調整每平方厘米的細胞數。
轉染當天，加入脂質體/ DNA混合物之前的短時間內，更換500ul無血清無抗生素的DMEM培養液培養2-24h。
混合A溶液于一個1.5ml離心管中：稀釋質粒DNA（0.8ug）于50ul無血清培養基，輕輕混勻。
混合B溶液于另一個1.5ml離心管中：脂質體lipofectamine試劑(2ul)溶于50ul無血清培養基中混勻,室溫孵育5min。
注意:脂質體在用之前應混勻;質粒DNA/ LipofectamineTM 2000為1:0.5-1:5。
當B溶液孵育5min后，混合溶液A和B，輕柔混合（不要振蕩），室溫孵育20min，以便脂質體/DNA混合物形成。
加入上述100ul A/B混合液于含有細胞的培養基中，前后搖動以便輕輕混勻。37℃，5%CO2培養箱內培養4-6hr。
4-6h后，用新鮮含血清培養基更換含有轉染復合物的不完全培養基，繼續培養，18-48 h后測定細胞瞬時表達并進行熒光定位。
如穩定轉染24hr后施加篩選壓力，改用含G418的培養基培養